T. S. Khachatryan
Institute of applied problems of physics of NAS RA, Yerevan

In these series of investigations the question of the use of low doses of thyroxine on rats in norm and experimental hypothyreosis is discussed. The obtained results show the protective effect of thyroxine on extracellular background and evoked electrical activity of single pyramidal neurons of rats with hypothyreosis. The registration and analysis of the electric activity of single pyramidal neurons of rat’s cortex is done by means of the special computer prog¬rams in on-line mode.

Известно, что болезни щитовидной железы (ЩЖ) являются одной из самых распространённых форм патологии человека. В последние годы во многих регионах Армении отмечен значительный рост частоты тиреоидных заболеваний, что связано с ухудшением экологической обстановки, недостаточным поступлением йода, негативными сдвигами в питании населения, возрастанием частоты аутоиммунных заболеваний.
В структуре патологий ЩЖ по частоте и социальной значимости одно из ведущих мест занимает гипотиреоз (ГПТ). ГПТ – клинический синдром, вызванный длительным, стойким недостатком гормонов ЩЖ в организме, сопровождающейся снижением их биологического эффекта на тканевом уровне. Общеизвестно, что ГПТ может быть как врождённым, так и приобретённым в результате поражения ЩЖ различными патологическими процессами. Причины, вызывающие ГПТ бывают весьма разнообразны. Это заболевание может возникнуть в результате длительно протекающих тиреоидитов или струмитов, наличия опухолевого процесса в ЩЖ, а также в послеоперационном периоде на почве тотально произведённой тиреоидэктомии. Причинами развития ГПТ могут быть передозировка радиоактивного йода или избыточная лучевая терапия, а также нарушение регуляторных влияний на ЩЖ со стороны гипоталамо-гипофизарной области головного мозга. В ЩЖ при различных формах ГПТ, кроме выраженных склеротических и атрофических изменений, может нередко сохраняться фолликулярное строение тиреоидной паренхимы с очень низким уплощённым эпителием; в этих случаях конфигурация фолликулов преимущественно неправильная, размеры их значительно уменьшены. Интерфолликулярные островки встречаются редко и образованы они преимущественно мелкими атрофичными клетками тиреоидного эпителия. При стойких, запущенных формах ГПТ в ЩЖ нередко можно обнаружить гнойные воспалительные очаги (струмиты), инфекционные специфические гранулемы сифилитической, туберкулёзной или актиномикотической природы, различного характера новообразования и хронические неспецифические тиреоидиты, приводящие к разрушению тиреоидной паренхимы и значительному снижению, а иногда и полному прекращению её функциональной деятельности (атиреозу) [1, 2].
По данным большинства исследователей [3 – 5], распространенность заболевания среди населения составляет 0,5-1%, а с учетом субклинических форм может достигать 10%. Патогенетически ГПТ подразделяется на: первичный (тиреогенный); вторичный (гипофизарный); третичный (гипоталамический); тканевой (транспортный, периферический). Вторичные и третичные формы ГПТ (так называемый центральный ГПТ) связаны с поражением гипоталамо-гипофизарной системы при таких заболеваниях, как аденомы гипофиза, инфаркты и некрозы гипофиза (развитие их возможно при ДВС-синдроме и массивных кровотечениях) и др. Этиологическими факторами также могут быть воспалительные заболевания головного мозга (менингиты, энцефалиты и др.), хирургические и лучевые воздействия на гипофиз. Снижение функциональной активности ЩЖ при центральных формах ГПТ связано с дефицитом тиреотропного гормона (ТТГ). Дефицит ТТГ при этом может быть изолированным, однако чаще он сочетается с нарушением секреции других тропных гормонов гипофиза (в таких случаях говорят о гипопитуитаризме). Помимо приобретённых форм ГПТ, существуют врождённые формы заболевания. Частота врождённого ГПТ в Армении составляет в среднем 1 случай на 4000 новорожденных. Причинами врожденного ГПТ могут быть: аплазия и дисплазия ЩЖ, генетически обусловленные дефекты биосинтеза тиреоидных гормонов, тяжёлая йодная недостаточность, аутоиммунные заболевания ЩЖ у матери (из-за проникновения тиреоблокирующих антител через плаценту), лечение тиреотоксикоза у матери тиреостатическими препаратами или радиоактивным йодом. К числу редких причин следует отнести врождённый дефицит ТТГ, а также синдром периферической резистентности к тиреоидным гормонам [6].
Общеизвестна роль тиреоидных гормонов в обеспечении нормального развития нервной системы живого организма. В литературе имеются данные относительно применения экзогенных тиреоидных гормонов, приводящих к улучшению функционального восстановления после травмы периферической и центральной нервной системы [7]. Известно, что основное назначение гормонов внутренней секреции – участие в регуляции обмена веществ. Изменяя обмен веществ гормоны стабилизируют внутреннюю среду живого организма, держа под контролем постоянство кальция и фосфора в организме. В данном аспекте немаловажная роль принадлежит гормонам ЩЖ. Ряд работ указывает на влияние гормонов ЩЖ непосредственно на деятельность нервной клетки, на её транспортные системы [8 – 11], другие – на молекулярные механизмы клеточной деятельности [12 – 15]. Важную роль тиреоидные гормоны играют в центральной нервной системе, в частности, в период развития нервной системы [16, 17]. Cерия физиологических работ посвящена изучению стимулирующего влияния тироксина (Т4) на сегментарные рефлекторные реакции спинного мозга при перерезке седалищного нерва [18 – 20]. В наших предыдущих исследованиях были изучены эффекты гормонов коры надпочечников и ЩЖ на активность нейронов спинного мозга в условиях нормального гормонального статуса и при патологии [21 – 25]. В области изучения патологий ЩЖ, таких, как гипертиреоз и ГПТ, был проведён ряд исследований [26 – 29], детально описывающие данные патологии и различные способы воздействий, направленные на их лечение.
Целью настоящего исследования явилось изучение влияния одного из гормонов ЩЖ –Т4 на активность нейрональных элементов коры больших полушарий (КБП) головного мозга (ГМ) у крыс с нормальным гормональным статусом, при ГПТ электрофизиологическими методами.

Материал и методы

Эксперименты были поставлены на 50 крысах – самцах, массой 200 – 220 г, разделённых на следующие подопытные группы: первая – интактные животные – 10 экземпляров; вторая – животные с экспериментальным ГПТ, вызванным тиреоидэктомией – 10 экземпляров третья– животные с экспериментальным ГПТ, получавшие внутримышечные инъекции Т4 в дозе 50 мкг/кг массы тела, в течение 2 недель – 30 экземпляров. Тиреоидэктомия у 40 крыс осуществлялась по следующему алгоритму. Для проведения операции крысы под эфирным наркозом фиксировались в положении на спине. Доступ к ЩЖ осуществлялся через разрез кожи в области шеи длиной около 3,5 – 4 см. Затем обнажалась ЩЖ, производили отпрепаровку 2/3 её части с сохранением паращитовидных желёз и с помощью острых ножниц доли отсекались, после чего под каждую из них подводились лигатуры. Раны послойно зашивались. Животные хорошо переносили операцию и спустя 0,5 – 1 час после операции подходили к корму и воде. За каждым животным в период дачи препаратов велось индивидуальное наблюдение с каждодневной регистрацией клинических показателей. Последующие электрофизиологические исследования биоэлектрических показателей КБП ГМ проводились в остром эксперименте. Электрофизиологическими методами изучалась внеклеточная фоновая (ФА) и вызванная (ВА) электрическая активность одиночных пирамидных нейронов (ПН) КБП ГМ у интактных и гипотиреоидных животных в I – IV cлоях КБП. Регистрацию и анализ внеклеточной ФА и ВА одиночных ПН КБП ГМ производили с помощью специальных программ на компьютере. При записи ВА одиночных ПН КБП ГМ проводилась оценка стационарности престимульной и постстимульной активности нейрона после электрического раздражения седалищного нерва. Выборка спайков проводилась с помощью амплитудного дискриминатора посредством программного анализа. Вычислялась скользящая частота (для каждых 10 межимпульсных интервалов с шагом 5 интервалов), сериальные гистограммы до 50 порядка, гистограммы межимпульсных интервалов на основе которых вычислялась средняя частота фонового нейронального потока одиночных клеток, а также спайковая выборка нескольких (до 20) повторений до и после раздражения. Последующий анализ ФА и ВА одиночных ПН КБП ГМ крыс осуществляли по алгоритму, подробно описанному в наших предыдущих статьях [30, 31].

Результаты и обсуждение

На рисунке 1 приведены примеры кумулятивных и суммированных (пункт 1, гистограммы а, b, c) престимульных и постстимульных гистограмм внеклеточной ФА и ВА одиночного ПН КБП ГМ у интактных животных; у гипотиреоидных животных (пункт 2, а, б, в); у гипотиреоидных животных, получавших Т4 в I слое КБП (пункт 3, а, б, в); у гипотиреоидных животных, получавших Т4 во II слое КБП (пункт 4, а, б, в); у гипотиреоидных животных, получавших Т4 в III слое КБП (пункт 5, а, б, в); у гипотиреоидных животных, получавших Т4 в IV слое КБП (пункт 6, а, б, в). Согласно данным пункта 2, (а, кривые 1 (ФА), 2 (ВА)) в картине внеклеточной ФА и ВА одиночного ПН КБП ГМ наблюдается трансформация регулярного типа разряда ФА одиночного ПН в пачечную «патологическую» активность (пункт 2, а, кривая 1) с почти полным исчезновением вызванного синаптического ответа (пункт 2, а, кривая 2), вызванное, вероятно, патологическим влиянием ГПТ. Анализируя вышеизложенное, можно сделать вывод о том, что при ГПТ происходит резкое урежение ФА и ВА одиночного ПН КБП ГМ крыс, по сравнению с аналогичной картиной данных электрофизиологических показателей у интактных животных (пункт 1, а, кривые 1, 2), что можно объяснить, по – видимому, недостатком кальция, весьма характерным для данной патологии ЩЖ млекопитающих.
После введения Т4 наблюдается эффект нормализации пачечной активности одиночного ПН КБП ГМ с переходом в «нормальный» регулярный разряд ПН с сохранением и увеличением вызванного синаптического ответа в I слое КБП (пункт 3, а, кривые 1, 2), что говорит об усилении действия Т4. Что же касается импульсного потока (пункт 3, b), то здесь, после введения T4, он представлен регулярным видом фонового нейронального разряда ПН. Аналогичные показатели ФА и ВА одиночных ПН КБП ГМ у гипотиреоидных крыс при действии Т4 зарегистрированы нами и в следующих слоях КБП – II cлое (пункт 4, а, б, кривые 1, 2); III слое – (пункт 5, а, б, кривые 1, 2); IV слое – (пункт 6, а, б, кривые 1, 2). Анализируя полученные в наших исследованиях данные, можно сделать вывод, что при введении малых доз Т4 в исследованных четырёх слоях КБП виден эффект нормализации патологического типа разряда одиночных ПН, более выраженный в III, IV слоях КБП ГМ.
Аналогичные сдвиги вызванного ответа при ГПТ в 2 – 3 раза отражены и на суммарных гистограммах (пункт II, в), а при действии Т4 – на суммарных гистограммах ярко проиллюстрирован эффект нормализации ВА одиночного ПН (пункты 3 – 6, в).
Анализируя данный рисунок можно сделать вывод об активирующем протекторном действии малых доз Т4 на внеклеточную ФА и ВА одиночных ПН КБП ГМ крыс при экспериментальной дисфункции ЩЖ – ГПТ.
Также в наших исследованиях были изучены более высокие дозы Т4 (300, 500, 700 мкг/кг массы тела), как в отдельности, так и в разных их сочетаниях; однако выяснилось, что данные дозы оказывают патологическое влияние и на клиническое состояние у подопытных животных (происходит изменение шерстяного покрова, пигментации кожи, потеря ориентации и зрения, вызванные, вероятно, высокой степенью токсичности использованных доз и электрофизиологических показателей ФА и ВА одиночных ПН КБП ГМ, заключающихся в проявлении «пачек», что говорит об оптимальной дозе Т4 при ГПТ у крыс, составляющей от 50 – до 200 мкг/кг массы тела. Изучение эффектов более низких доз Т4 станет предметом наших последующих исследований.
В результате проведенного анализа полученных данных мы пришли к выводу, что в целом имеется положительный эффект от применения Т4 при ГПТ.
Итак, результаты ранее проведенных исследований по изучению действия Т4 [31, 32], а также результаты данной серии исследований показали эффективность действия Т4 на внеклеточную ФА и ВА одиночных ПН КБП ГМ крыс при экспериментально вызванном ГПТ.

Литература

1. Бреславский А. С., Гордиенко В. М. Патологическая анатомия желёз внутренней секреции. Изд. «Здоров’я», Киев, 1974, с. 34 – 35.
2. Jonderko G., Straszecka J., Marcisz C., Wieczorek U. Influence of treating hypothyroidism and hyperthyroidism upon physical reaction time. J. Pol. Arch. Med., 1992, v. 5, № 88, pp. 295 – 301.
3. Jorde R. “Subclinical” thyroid disease. J. Tidsskr. Nor. Lageforen., 2002, № 122, v. 9, pp. 938 – 940.
4. Larsen P. R. Ontogenesis of thyroid function, thyroid hormone and brain development, diagnosis and treatment of congenital hypothyroidism. In: DeGroot L. J., Larsen P. R., Henneman G., eds. The thyroid and its diseases 6th ed. New – York: Churchill Livingstone, 1996, pp. 541 – 567.
5. Ciesielska-Kopacz N., Kos-Kudla B., Pluskiewicz W. The influence of thyroid disesses and their treatment on the development of osteoporosis. J. przegl. Lek., 1998, v. 5, № 55, pp. 271 – 273.
6. Nerush P. O., Demchenko O. M. Effect of hypothyroidism on glial fibrillary acid protein in the structures of the rat brain. J. Fiziol. Zh., 2006, v. 6, № 52, pp. 45 – 51.
7. Cook R. A., Kiernan J. A. Effects of triiodthyronine on protein synthesis in regenerating peripheral neurons. 1976, J. Exp. Neurol., № 52, pp. 515 – 524.
8. Bumgarner J. R., Ramkumar V., Stiles G. L. Altered thyroid status regulates the adipocyte A1 adenosine receptor – adenylatecyclase system. J. Life Sci., 1989, № 44, v. 22, pp. 1705 – 1712.
9. Martin T. F. G., Kovalchyk J. A. Evidence for the role of calcium and diacylglycerol as dual second messengers in thyrotropin – releasing hormone action. Involvement of Ca2+. J. Endocrinology, 1984, № 115, v. 4, pp. 1527 – 1536.
10. Segal J., Ingbar S. H. 3, 5, 3’ – triiodothyronine increases cellular adenosine 3, 5’ – monophosphate concentration and sugar uptake in rat tymocytes by stimulating adenilate cyclase activity: studies with the adenilate cyclase inhibitor MDL 12330 A. J. Endocrinology, 1989, № 124, v. 5, pp. 2166 – 2171.
11. Nistri A. Electrophysiological studies of the mechanism of action of TRH on rat spinal motoneurons. J. Pharmacol. Res., 1990, № 22, v. 2, pp. 363 – 368.
12. Tata J. R. Biological actions of thyroid hormones at the cellular and molecular levels. In «Actions of hormones on molecular processes», 1964, Wiley, New York, London and Sydney, pp. 58 – 131.
13. Menezes – Ferreira M. M., Torresani J. Me’canismus d’action des hormones thyroidennes au niveau cellularie. J. Ann. Endocrinol. (Fr.), 1983, № 44, v. 4, pp. 205 – 216.
14. Таракулов Я. Х., Саатов Т. С., Гулямова Ф. Я., Яковлева Н. Н. Мембранная рецепция тиреоидных гормонов. Ж. Биохимия, 1991, № 56, т. 5, с. 839 – 845.
15. Visser V. E., Friesema E. C., Visser T. J. Transport of thyroxine and 3,3′,5-triiodothyronine in human umbilical vein endothelial cells. J. Endocrinology, 2009, № 150, v. 3, pp. 1552 – 1557.
16. Walker P., Weichel M. E., Fisher D. A., Guo Sh. M. Thyroxine increases nerve growth factor concentration in adult mouse brain. J. Science, 1979, № 204, v. 4391, pp. 427 – 429.
17. Suzuki T., Abe T. Thyroid hormone transporters in the brain. J. Cerebellum., 2008, № 7, v. 1, pp. 75 – 83.
18. Мантуло П. М., Макий Е. А., Сердюченко И. Я. Сегментарные рефлекторные реакции спинного мозга крыс после перерезки седалищного нерва и введения тироксина. Ж. Физиологич. Журн., 1979, № 25, v. 5, pp,. 492 – 496.
19. Макий Е. А., Сердюченко И. Я. Вызванная активность нейронов спинного мозга в ранние сроки после перерезки седалищного нерва. Ж. Нейрофизиология, 1992, № 24, т. 3, с. 306 – 314.
20. Сердюченко И. Я., Коропова Г. Е., Щербина М. Б. Особенности сегментар¬ных реф¬¬лексов после повреждения седалищного нерва у тироксини¬зи¬ро¬ван¬ных крыс. Ж. Нейрофизио¬ло¬-гия, 1992, № 24, т. 6, с. 653 – 659.
21. Киприян Т. К. Изменения электрической активности нейронов спинного мозга кошки под действием гидрокортизона. Ж. Нейрофизиология, 1974, № 6, т. 3, с. 260 – 265.
22. Киприян Т. К. Изменения электрической активности нейронов спинного мозга кошки под действием дезоксикортикостерона. В сб. Материалы 3 съезда Армянского физиологического общества, Ереван, 1979, Изд. АН АрмССР, с. 128 – 137.
23. Киприян Т. К. Нейротропные эффекты кортикостероидных гормонов. Ж. Биол. Ж. Армении, 1987, № 40, т. 2, с. 123 – 128.
24. Матинян Л. А., Аветисян А. А. Влияние симпатической нервной системы на электрокардиограмму и дыхание при тиреотоксикозе у крыс. В сб.: «II съезд Армянского физиологического общества», 1974, Ереван, Изд. АН АрмССР, с. 46 – 52.
25. Киприян Т. К., Матинян Л. А., Хачатрян Т. С., Чавушян В. А. Электрическая активность нейронов спинного мозга крыс при действии тироксина, гипертиреозе и гипотиреозе. Ж. Вопросы теоретической и клинической медицины, 1999, т. 2, № 7 (14), с. 50 – 54.
26. Fertic A., Kiernan J. A., Seyan A. S. Enhancement of axonal regeneration in the brain of the rat by corticotrophin and triiodothyronine. J. Exp. Neurol., 1971, № 33, pp. 372 – 385.
27. Henly W. N., Chen X., Klettner C., Bellush L., Notestine M. A. Hypothyroidism increases serotonin turnover and symphatetic activity in the adult rat. Can. J. Physiol. and Pharmacol., 1991, № 69, v. 2, pp. 205 – 210.
28. Moller N., Mann K. Hypothyroidism treatment: when and what dosage. J. MMW Fortschr. Med., 2009, № 151, v. 14, pp. 34 – 37.
29. Sloter E., Nemec M., Stump D., Holson J., Kirkpatrick D., Gargas M., Kinzell J. Methyl iodide-induced fetal hypothyroidism implicated in late-stage fetal death in rabbits. J. Inhal. Toxicol., 2009, № 21, v. 6, pp. 462 – 479.
30. Хачатрян Т. С. Действие лидазы и тироксина на фоновую электрическую активность одиночных пирамидных нейронов коры больших полушарий крыс. Ж. Биолог. журн. Армении, 3 – 4 (59), 2007, с. 198 – 202.
31. Хачатрян Т. С., Киприян Т. К. Изменение суммарной и одиночной электрической активности интернейронов и мотонейронов спинного мозга крыс при гипотиреозе и гипертиреозе. Ж. Информационные технологии и управление, 2006, № 4 – 3, с. 46 – 51.
32. Хачатрян Т. С., Нагапетян Х. О., Матинян Л. А. Фитотерапия в сочетании с тироксином при органических повреждениях спинного мозга. Ж. Биолог. журн. Ар¬ме¬нии, 2008, № 4,т. LX, с. 51 – 55.
33. Хачатрян Т. С. Протекция тироксином изменений вызванной активности повреждённых травмой одиночных мотонейронов спинного мозга крыс. Ж. Биолог. журн. Армении, 2008, № 3,т. LX, с. 64 – 67.

Рисунок 1. Внеклеточная фоновая (1) и вызванная (2) электрическая активность одиночного пирамидногох нейрона коры больших полушарий головного мозга мозга крыс в норме (I слой,1 а, б, в); одиночного пирамидного нейрона коры больших полушарий головного мозга мозга крыс при экспериментальном гипотиреозе (I cлой, 2 а, б, в); одиночного пирамидного нейрона I слоя коры больших полушарий головного мозга крыс при действии тироксина (3 а, б, в); одиночного пирамидного нейрона II слоя коры больших полушарий головного мозга крыс при действии тироксина (4 а, б, в); одиночного пирамидного нейрона III слоя коры больших полушарий головного мозга крыс при действии тироксина (5 а, б, в); одиночного пирамидного нейрона IV слоя коры больших полушарий головного мозга крыс при действии тироксина (6 а, б, в). На «а»: ордината – число импульсов, абсцисса – время регистрации импульсного потока. На «б»: картина импульсного потока в избранном интервале времени. На «в»: ордината – процент импульсов (в бинах) от числа проб, абсцисса – последовательность бинов.

Проблема состояния восстановительных процессов при повреждениях спинного мозга (CМ) у млекопитающих при воздействии препаратов различного происхождения является одним из актуальнейших вопросов современной биологии и медицины [1 – 3]. Однако стойкость соматических и вегетативных нейрогенных нарушений является причиной инвалидизации большинства больных с поражением СМ, во время которых нарушается проведение нервных импульсов [4 – 7]. Наши исследования были направлены на поиск оптимального средства, стимулирующего и благоприятствующего росту волокон повреждённых путей СМ [8 – 10]. Известно, что вода покрывает три четверти поверхности Земли. Она составляет значительную часть живого организма (60 – 70 % тела человека, 90 % – растений). Форма её нахождения обуславливается соотношением давления и температуры: например, туман, облака, дождь, иней, град, снег [11]. Также известно, что вода является преобладаю¬щим компонентом содердания живой клетки (85 %), средний молекулярный вес равен 18; число молекул воды на единицу ДНК составляет 1, 2 * 10-7. Вода служит естественным растворителем для минеральных ионов и других веществ, а также дисперсионной средой, играющей важнейшую роль в коллоидной системе протоплазмы [12]. Тело человека почти на 63 – 68 % состоит из воды. Почти все биохимические реакции в каждой живой клетке – это реакции в водных растворах. С водой удаляются из нашего тела ядовитые шлаки; вода, выделяемая потовыми железами и испаряющаяся с поверхности кожи, регулирует температуру нашего тела. Представители животного и растительного мира содержат такое же обилие воды в своих организмах. Меньше всего воды, лишь 5 – 7% веса, содержат некоторые мхи и лишайники. Большинство обитателей земного шара и растения состоят более чем на половину из воды. Например, млекопитающие содержат 60 – 68 %; ры-бы – 70 %; водоросли – 90 – 98 % воды [13]. Имеется ещё один вид воды, отличающийся по физическим свойствам от обычной воды, – это омагниченная вода (ОМВ). Такую воду получают с помощью магнитов, вмонтированных в трубопровод, по которому течет вода. ОМВ изменяет свои физико – химические свойства: скорость химических реакций в ней увеличивается, ускоряется кристаллизация растворённых веществ, увеличивается слипание твёрдых частиц примесей и выпадение их в осадок с образованием крупных хлопьев (коагуляция). Омагничивание успешно применяется на водопроводных станциях при большой мутности забираемой воды. Она позволяет также быстро осаждать загрязненные промышленные стоки. С биологической точки зрения ОМВ является биогенным фак¬тором, стимулирующим мочеотделение, снижение артериального давления, изменение фармакологического действия ряда лекарств и других закономерностей протекания процессов в живом организме [14 – 16].
Особенностями структурированной (талой) воды (СВ) является то, что она свободно диффундирует через клеточную мембрану, способствуя быстрому проникновению внутрь клетки растворённых в ней веществ [17].
Йодированная вода (ИВ) обладает широким спектром действия на са¬мые разнообразные процессы в живом организме, что отражено в ряде научных исследований [18 – 20].
В данных сериях экспериментальных исследований было проведено изучение воздействия ОМВ, СВ и ИВ на изменение внеклеточной вызванной электрической активности (ВА) одиночных мотонейронов (МН) СМ крыс при экспериментальном спинномозговом повреждении средней степени тяжести – левосторонней латеральной гемисекции (ЛЛГМС). Данные биогенные факторы (БФ) использовались нами в целях стимуляции обменных процессов в повреждённых клетках, со стимуляцией роста аксонов, по которым восстанавливалась проводимость импульсов от периферии к коре головного мозга.

Материал и методика

Эксперименты поставлены на 50 белых крысах – самцах, массой (210 – 230 г), разделённых на следующие подопытные группы: первая – 10 экземпляров – интактные животные; вторая – 10 экземпляров – животные с ЛЛГМС СМ на уровне Т8 – Т9; третья – 10 экземпляров – животные с ЛЛГМС СМ на уровне Т8 – Т9 получавшие в течение 1 месяца ежедневно ОМВ (дозировка – 100 мг/кг массы животного, каждое животное индивидуально); четвёртая – 10 экземпляров – животные с ЛЛГМС СМ на уровне Т8 – Т9 получавшие в течение 1 месяца ежедневно СВ (дозировка – 100 мг/кг массы животного, каждое животное индивидуально); пятая – животные с ЛЛГМС СМ на уровне Т8 – Т9 получавшие в течение 1 месяца ежедневно ИВ (дозировка – 100 мг/кг массы животного, каждое животное индивидуально). Омагничивание воды проводили посредством специальной установки «Tauras – 100i»; СВ получали каждодневным замораживанием водопроводной воды в холодильной установке марки «Okai», Япония; ИВ получали посредством добавления в водопроводную воду калия йодида из расчёта: 5 капель KI на 250 мл воды. После проведения клинических наблюдений и дачи препаратов на всех 5 группах животных были поставлены электрофизиологические эксперименты. Производили экстраклеточную регистрацию ВА одиночных МН вентрального рога СМ крыс при одиночном, надпороговом раздражении седадищного нерва нижней конечности. Отведение активности исследуемых МН проводили стеклянным микроэлектродом с диаметром кончика 1 – 2 микрон, заполненных 2М раствором NaCl, в дорзо – вентральном направлении в сером веществе передних рогов СМ в области МН (IX пластина по Рекседу). Регистрацию ФА МН СМ проводили с помощью спе-циально разработанной программы, обеспечивающей в режиме on-line селекцию спайков посредством амплитудной дискриминации спайка для выбора необходимого режима записи ВА одиночного МН. Анализ полученных данных осуществляли по алгоритму, подробно описанному в наших предыдущих статьях [8]. Более подробно с программной методикой наших экспериментов можно ознакомиться в наших работах [21, 22].

Результаты и обсуждение

Рис. 1. Суммированные постстимульные гистограммы внеклеточной вызванной активности одиночного мотонейрона (глубина 1200 мкм) вентрального рога спинного мозга крыс в норме (а); одиночного мотонейрона (глубина 1200 мкм) вентрального рога спинного мозга крыс при левосторонней латеральной гемисекции спинного мозга (б); одиночного мотонейрона (глубина 1200 мкм) вентрального рога спинного мозга у крыс с левосторонней латеральной гемисекцией спинного мозга, получавших в течение 1 месяца омагниченную воду (в); одиночного мотонейрона (глубина 1200 мкм) вентрального рога спинного мозга у крыс с левосторонней латеральной гемисекцией спинного мозга, получавших в течение 1 месяца структурированную воду (г); одиночного мотонейрона (глубина 1200 мкм) вентрального рога спинного мозга у крыс с левосторонней латеральной гемисекцией спинного мозга, получавших в течение 1 месяца йодированную воду (д). Ордината – процент импульсов (в бинах) от числа проб, абсцисса – последовательность бинов.

На рис. 1 демонстрируется пример кумулятивной престимульной гистограммы внеклеточной ВА одиночного МН СМ крыс (глубина 1200 мкм) в норме (рис. 1, а); у животных с ЛЛГМС СМ (глубина 1200 мкм, рис. 1, б); у животных с ЛЛГМС СМ, получавших ОМВ в течение 1 месяца (глубина 1200 мкм, рис. 1, в); у животных с ЛЛГМС СМ, получавших СВ в течение 1 месяца (глубина 1200 мкм, рис. 1, г); у животных с ЛЛГМС СМ, получавших ИВ в течение 1 месяца (глубина 1200 мкм, рис. 1, д). Как видно из рис. 1, б, последствия спинномозгового повреждения (ЛЛГМС) проявляются в виде урежения регулярного разряда внеклеточной ВА одиночного МН СМ крыс и наблюдается явление трансформации регулярного разряда ВА одиночного МН в патологический «пачечный» тип разряда данного МН. При действии ОМВ (рис. 1, в) не наблюдается нормализации картины внеклеточной ВА одиночных МН СМ у крыс и в наличии проявляется вышеописанный тип пачечного разряда одиночных МН СМ. При действии СВ (рис. 1, г) наблюдается явление частичной трансформации пачечного типа ФА одиночного МН СМ в регулярный тип разряда, но, впоследствии, преобладает пачечный тип разряда МН. При действии ИВ (рис. 1, д) наблюдается резкое учащение постстимульного ответа МН, характеризующееся учащением постстимульного вызванного импульсного потока, с явной трансформацией внеклеточной ВА в регулярный тип разряда, сопровождающееся исчезновением пачечной активности.
Анализируя проведенные исследования можно прийти к выводу о том, что в целом имеется положительный эффект от применения ИВ при органических повреждениях СМ крыс средней степени тяжести типа ЛЛГМС и наблюдается наличие стойких положительных результатов. Проведенные экспериментальные исследования позволяют считать, что после ЛЛГМС СМ, проведенной на уровне Т8 – Т9, наблюдается постепенная картина нормализации нарушений опорно – локомоторных функций и нагляднее всего это проявляется у крыс 3 – ей группы (в течение 16 – 19 дней). Таким образом, полученные результаты данного исследования свидетельствуют об эффективном действии ИВ на изменение внеклеточной ВА одиночных МН СМ при ЛЛГМС.
Ранее нами было описано действие СВ, ИВ и ОМВ в изменении внеклеточной фоновой электрической активности одиночных МН СМ крыс при экспериментальном гипотиреозе [23], а также микроэлектрофизиологическое исследование влияния малых доз комплекса минеральных вод России на изменение внеклеточной фоновой электрической активности одиночных МН СМ крыс в условиях экспериментального гипертиреоза [24]. На данном этапе отсутствуют данные относительно применения различных БФ при спинальных повреждениях.
Учитывая результаты ранее проведённых исследований по изучению действия СВ и ИВ [25 – 29], а также данные проведенного нами исследования, высказывается предположение о протекторном действии ИВ на внеклеточную ВА одиночных МН СМ при ЛЛГМС.

Литература

1. Андреасян А. С., Хачатрян Т. С. Влияние лидазы на проводимость повреждённого спинного мозга. Ж. Вестник МАНЭБ, 2003, т. 8, № 7, с. 206 – 210.
2. Марченко З. И., Матинян Л. А., Бабаханян М. А., Хачатрян Т. С., Киприян Т. К. Роль солодки (Glychyrrhiza Glabra L.) в изменении фоновой электрической активности пов¬реж¬дённых травмой седалищного нерва интернейронов и мотонейронов спинного мозга крыс. Ж. Вестник МАНЭБ, 2003, т. 8, № 4, с. 150 – 153.
3. Киприян Т. К., Чавушян В. А., Матинян Л. А., Хачатрян Т. С. Влияние дексаметазона на электрическую активность нейронов в повреждённой рефлекторной дуге спинного мозга. Ж. Медицинская наука Армении, 1998, т. 38, № 3 – 4, с. 23 – 29.
4. Киприян Т. К., Хачатрян Т. С., Матинян Л. А., Чавушян В. А. Электрическая активность нейронов спинного мозга крыс при действии тироксина, гипертиреозе и гипотирео¬зе. Ж. Вопросы теоретической и клинической медицины, 1999, т. 2, № 7, с. 50 – 54.
5. Galoyan A. A., Kipriyan T. K., Sarkissian J. S., Matinyan L. A., Chavushian V. A., Andreasyan A. S., Khachatryan T. S. Changes of the injured rat’s spinal cord neurons electrical activity under action of dexamethasone and hypothalamic neuropeptide hormone. In: 38th Annual scientific meetigs of International Society of Paraplegia, Copenhagen, Denmark, 1999, p. 85.
6. Galoyan A. A., Kipriyan T. K., Sarkissian J. S., Sarkissian E. J., Grigorian Yu. Kh., Sulkhanyan R. M., Khachatryan T. S. Protection against neuronal injury by hypothalamic peptides and dexamethasone. J. Neurochemical Research, 2000, v. 25, № 12, USA, рр. 1567 – 1578.
7. Agasian A. L., Amiryan S. V., Kipriyan T. K., Sarkissian J. S., Sarkissian E. J., Sulkhanyan R. M., Avetisyan Z. A., Khachatryan T. S. Isolated and conjoint with hormones action of Vippera raddei venom on spinal cord single neuron activity in norm and pathology. In: 4th Asian herpetological conference, 2000, Chengdu, China, July 16 – 20, p.1.
8. Хачатрян Т. С., Матинян Л. А., Андреасян А. С., Киприян Т. К. Роль тироксина в изменении электрической активности интернейронов и мотонейронов повреждённого спинного мозга крыс. Ж. Вопросы теоретической и клинической медицины, 2002, № 1, с . 40 – 45.
9. Киприян Т. К., Амирян С. В., Аветисян З. А., Хачатрян Т. С. Протекция дексаметазоном острой нейродегенерации интернейронов спинного мозга, вызванной змеиными ядами. Ж. Вестник МАНЭБ, 2002, т. 7, № 4, с. 155 – 158.
10. Киприян Т. К., Амирян С. В., Андреасян А. С., Хачатрян Т. С. Эффекты ком¬би¬ни¬ро-ван¬ного воздействия малых доз змеиных ядов и гормонов на электрическую активность интернейронов спинного мозга крыс. Ж. Вестник МАНЭБ, 2002,т. 7, № 6, с. 157 – 159.
11. Гаврюченков Ф. Г., Курочкин М. И., Потехин А. А., Рабинович В. А. Химия. Справочное руководство. Изд. «Химия», Л., 1975, с. 20.
12. Де Робертис Э., Новинская В., Саэс Ф. Биология клетки. Изд. «Мир», 1967, с. 35 – 37.
13. Спенглер О. А. Слово о воде. Л., Изд. «Гидрометеоиздат», 1980, с. 115.
14. Мамаев В. А., Мухин Ю. В., Кромм Д. С. Врачеватели древности: экскурс в историю. М., 1988, Изд. «СПС», с. 12 – 17.
15. Larsson E. M. Movement of water molecules and blood flow show the details of brain. J. Lakartidningen, 2008, № 105, v. 47, pp. 3430 – 3436.
16. Jacob M., Sutton B. P. Algebraic decomposition of fat and water in MRI. J. IEEE Trans. Med. Imaging., 2009, № 28, v. 2, pp. 173 – 184.
17. Lombardo T. G., Giovambattista N., Debenedetti P. G. Structural and mechanical pro¬per-ti¬es of glassy water in nanoscale confinement. J. Faraday Discuss., 2009, № 141, pp. 359 – 376.
18. Li S. M., Zhang G. H., Sun F., Wang P. H., Zhang Z. Z., Li X. W., Li S. H. Field study on the change of urinary iodine levels among family members with iodine content of 5 – 150 microg/L in drinking water before and after non-iodized salt intervention. J. Zhong-hua Liu Xing Bing Xue Za Zhi (China), 2008, № 29, v. 8, pp. 767 – 770.
19. Ren Q., Fan J., Zhang Z., Zheng X., Delong G. R. An environmental approach to cor¬rec-ting iodine deficiency: supplementing iodine in soil by iodination of irrigation water in remote areas. J. Trace Elem. Med. Biol., 2008, № 22, v. 1, pp. 1 – 8.
20. Weng H. X., Yan A. L., Hong C. L., Qin Y. C., Pan L., Xie L. L. Biogeochemical transfer and dynamics of iodine in a soil-plant system. J. Environ. Geochem. Health, 2008, № 18, p. 10 – 16.
21. Андреасян А. С., Матинян Л. А., Хачатрян Т. С. Роль тироксина в изменении фоновой электрической активности пирамидных нейронов коры больших полушарий головного мозга крыс при органическом повреждении спинного мозга. Ж. Вестник МАНЭБ, 2004, № 3, с. 142 – 145.
22. Киприян Т. К., Матинян Л. А., Андреасян А. С., Хачатрян Т. С. Влияние окситоцина и вазопрессина на электрическую активность нейронов спинного мозга крыс. Ж. Нейрохимия, 2005, т. 22, № 1, с. 57 – 65.
23. Хачатрян Т. С. Роль структурированной, йодированной и омагниченной воды в изменении фоновой электрической активности одиночных мотонейронов спинного мозга крыс при экспериментальном гипотиреозе. Ж. Мед. наука Армении, 2010, № 1, т. L, c. 56 – 64.
24. Хачатрян Т. С. Микроэлектрофизиологическое исследование влияния малых доз комплекса минеральных вод России на фоновую электрическую активность одиночных мотонейронов спинного мозга крыс в условиях экспериментального гипертиреоза. Ж. Мед. Наука Армении, 2009, № 3, т. XLIX, С. 75 – 84.
25. Guilherme M. R., Moia T. A., Reis A. V., Paulino A. T., Rubira A. F., Mattoso L. H., Muniz E. C., Tambourqi E. B. Synthesis and water absorption transport mechanism of a pH-sensitive polymer network structured on vinyl-functionalized pectin. J. Biomacromolecules, 2009, № 10, v. 1, pp. 190 – 196.
26. Curnow P., Booth T. G. The transition state for integral membrane protein folding. J. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 2009, № 106, v. 3, pp. 773 – 778.
27. Bulliyya G., Dwibedi B., Mallick G., Sethy P. G., Kar S. K. Determination of iodine nutrition and community knowledge regarding iodine deficiency disorders in selected tribal blocks of Orissa, India. J. Pediatr. Endocrinol. Metab., 2008, № 21, v. 1, pp. 79 – 87.
28. Матинян Л. А., Нагапетян Х. О., Андреасян А. С., Киприян Т. К., Хачатрян Т. С. Об усилении некоторых целебных воздействий на человека и животных. Ж. Вестник МАНЭБ, 2007, т. 12, № 4 (вып. 2), с. 157 – 159.
29. Матинян Л. А., Нагапетян Х. О., Киприян Т. К., Авакян А. Э., Хачатрян Т. С. Особенности влияния структурированной воды на электрокардиограмму крыс в норме и при экспериментальном гипертиреозе. Ж. Вестник МАНЭБ, 2007, т. 12, № 4 (вып. 2), с. 184 – 186.

In these series of investigations the question of the use of low doses of thyroxine on rats in norm and under left side lateral hemisection of rat’s spinal cord is discussed. The obtained results show the protective effect of thyroxine on extracellular background electrical activity of single pyramidal neurons of rats with left side lateral hemisection. The registration and analysis of the background electric activity of single pyramidal neurons of rat’s cortex is done by means of the special computer programs in on-line mode.

T. S. Khachatryan
Institute of Applied problems of Physics of NAS RA, Yerevan

Общеизвестна роль тиреоидных гормонов в обеспечении нормального развития нервной системы живого организма. В литературе имеются данные относительно применения экзогенных тиреоидных гормонов, приводящих к улучшению функционального восстановления после травмы периферической и центральной нервной системы [1]. Другие научные исследования свидетельствуют о небольшом улучшении функционального восстановления в повреждённом спинном мозге (СМ) крыс при действии экзогенного трийодтиронина в течение двух недель после спинномозгового повреждения [2, 3]. На животных с латеральной гемисекцией (ЛЛГМС) СМ и действием тироксина (Т4) показано быстрое восстановление соматических функций, сопровождающееся более выраженной гипертрофией нейронов и разрастанием нервных волокон, а также наличием слабо выраженных дистрофических и рубцовых изменений в повреждённой области СМ [4].
В наших предыдущих исследованиях, была подробно изучена роль Т4 в изменении электрической активности интернейронов и мотонейронов повреждённого СМ крыс и был представлен подробный анализ данных, касающихся влияния Т4 на изменение электрической активности нейронов СМ крыс в норме и при патологии [5] .
Нашими исследованиями на крысах, подверженных ЛЛГМС и дествию Т4 с регистрацией электрической активности спинномозговых потенциалов были получены предварительные данные указывающие на активирующее действие гормона щитовидной железы (ЩЖ) [6, 7]. В данном исследовании представлены данные, касающиеся влияния Т4 на изменение внеклеточной фоновой (ФА) и вызванной (ВА) электрической активности одиночных пирамидных нейронов (ПН) коры больших полушарий (КБП) головного мозга (ГМ) крыс при органических повреждениях СМ (ЛЛГМС).

Материал и методы

В данной серии научных исследований опыты ставились на 60 белых крысах – самцах, массой (200 – 220 г), разделённых на 4 подопытные группы: первая – 10 экземпляров – интактные животные; вторая – 10 – экземпляров – животные с ЛЛГМС СМ на уровне Т8 – Т9; третья – 20 экземпляров – животные, без спинномозговых повреждений, получавшие в течение двух недель после операции ежедневно инъекции гормона ЩЖ Т4 (дозировка – 50 мкг/кг массы животного); четвёртая – 20 экземпляров – животные с ЛЛГМС СМ, поизведённой на вышеотмеченном уровне, получавшие в течение двух недель после операции ежедневно инъекции гормона ЩЖ Т4 (дозировка – 50 мкг/кг массы животного).
Животные оперировались в стерильных условиях под внутрибрюшинном нембутало – хлоралозовым наркозом (30 мг/кг массы тела и 15 мг/кг массы тела). Под брюхо наркотизированного животного подкладывался небольшой валик и передние лапы подтягивались к задним. В грудной части спины выстригали и выбривали шерсть, затем смазывали кожу йодом. Операционное поле обкладывалось стерильными салфетками, после чего производили разрез по линии остистых отростков на уровне грудного отдела позвоночника. Мышцы по сторонам отростков отслаивались в стороны до самых дужек позвонков. Маленькими костными щипцами резецировались остистые отростки двух позвонков, специальными крючками раздвигались дужки позвонков. С помощью утончённого катарактального скальпеля перерезали спинной мозг и его оболочки по окружности на уровне Т8 – Т9. После этого полноту перерезки проверяли осторожным приподнятием концов мозга и обследованием их при орошении операционного поля слабой струёй физиологического раствора, а также натяжением хвоста животного. Затем приостанавливали кровотечение с помощью местного кровоостанавливающего средства с последующим тщательным орошением физиологическим раствором. После этого узловыми швами сшивали мышцы и кожу.
По завершении данного срока на животных были поставлены электрофизиологические эксперименты. Микроэлектрофизиологическими методами с применением стеклянных микроэлектродов (диаметр кончика 2 – 4 микрон, заполненных 2М раствором NaCl) производилась запись внеклеточной ФА корковых ПН I – IV слоя КБП ГМ крыс. Анализ ФА одиночных ПН производили посредством специальных программ на компьютере (on-line). Выборка спайков проводилась с помощью амплитудного дискриминатора посредством программного анализа. Вычислялась скользящая частота (для каждых 10 межимпульсных интервалов с шагом 5 интервалов), сериальные гистограммы до 50 порядка, гистограммы межимпульсных интервалов на основе которых вычислялась средняя частота фонового нейронального потока одиночных клеток. Затем, по вышеотмеченной методике, производили экстраклеточную регистрацию ФА одиночного ПН КБП ГМ с I по IV слой КБП ГМ. Более подробно с методикой проведения наших экспериментов можно ознакомиться в наших предыдущих публикациях [8, 9].

Результаты и обсуждение

На рисунке 1 представлена картина внеклеточной ФА одиночных ПН в I – IV слоях КБП ГМ крыс у интактных животных. Анализируя данный рисунок, можно сделать вывод, что при послойном отведении внеклеточной ФА одиночных ПН I – IV cлоёв КБП ГМ у интактных крыс, регистрируется регулярный тип разряда данных нейронов, наиболее выраженный в I, II слоях КБП. На рисунке 2 представлены данные регистрации ФА одиночных ПН в I – IV слоях КБП ГМ у животных c органическими повреждениями СМ типа ЛЛГМС. На данном рисунке наглядно иллюстрируется эффект угнетения ФА одиночных ПН КБП ГМ крыс, возникший, вероятно, в результате органического повреждения СМ, наиболее выраженный в I – III слоях КБП ГМ крыс по сравнению с интактными животными (рис.1). Для данных нейронов характерен «пачечный» патологический тип разряда, ранее исследованный нами на интернейронах и мотонейронах СМ у крыс с ЛЛГМС и правосторонними латеральными гемисекциями СМ, а также и при более тяжёлых патологиях СМ, типа 2/3 перерезки СМ и полных хордотомий.
На рисунке 3 представлена картина ФА оди¬ночных ПН в I – IV слоях КБП ГМ у животных без спинномозговых повреждений, получавших систематические инъекции тиреоидного гормона Т4 в течение двух недель по вышеуказанной дозировке. Анализируя данный рисунок можно сделать вывод о том, что при систематическом введении Т4 с последующей регистрацией ФА одиночных ПН КБП ГМ, наблюдается картина электрофизиологических показателей в целом близкая к таковой у интактных животных. Однако, в картине ФА одиночных ПН КБП ГМ при действии Т4 нами наблюдались также некоторые отличия от вышеуказанной активности у интактных животных, основное из которых заключалось в резком учащении частоты фонового нейронального потока, заключающимся, вероятно, в стимулирующим ФА действием данного тиреоидного гормона.
На рисунке 4 представлен эффект нормализации внеклеточной ФА одиночных ПН I – IV cлоёв КБП ГМ у крыс с ЛЛГМС СМ, после двухнедельного систематического введения гормона Т4 в место повреждения СМ. В записи внеклеточной ФА одиночных ПН I – IV cлоёв КБП ГМ у крыс с органическими повреждениями СМ мы наблюдали следующий феномен – у животных, получавших Т4 картина ФА одиночных ПН I – IV cлоёв КБП ГМ по своим электрофизиологическим показателям приближается к таковой у интактных животных. Это свидетельствует, вероятно, о стойких процессах восстановления у животных, получавших ежедневные систематические инъекции гормона ЩЖ – Т4.
Эффекты тиреоидных гормонов на нервную систему можно рассматривать в различных аспектах, что связано, с одной стороны, с многообразием структурных уровней нервной системы, а с другой – с многообразием функций, выполняемых нервной системой в организме животных. Известно, что у крысят после удаления ЩЖ сразу же после рождения, вес мозга заметно ниже, чем в контроле; размеры нервных клеток уменьшаются главным образом за счёт цитоплазмы. Число дендритов и аксонов, а также длина отростков резко уменьшаются, а также и плотность их сплетений. Наиболее резкие изменения происходят в IV слое КБП ГМ. Влияние тиреоидных гормонов на ПН КБП ГМ связано в первую очередь с изменениями в сопротивлении мембран этих клеток и изменениями их метаболизма. Нарушения этих двух звеньев могут, вероятно, повлечь за собой цепь нарушений в деятельности нервной системы, явными проявлениями которых являются такие патологии, как гипотиреоз и гипертиреоз [5, 10].
Изучение процессов регенерации у млекопитающих приняло систематический и планомерный характер после того, как наметились перспективы выявления основных условий, стимулирующих, или, напротив, подавляющих регенерационную способность в различных органах и тканях. В настоящее время трудно назвать какой-нибудь орган или ткань у млекопитающих животных, не проявляющие в определённых условиях способности к регенерации. Довольно обстоятельно изучено влияние гормональных начал на процессы роста и дифференцировки молодого организма и разнообразные явления пролиферации составляющие основу физиологической и репаративной регенерации. Накопившееся исследования дают основания для некоторых обобщений, касающихся как физиологического действия гормонов,так и специфичности их влияния на восстановительные процессы. В арсенале современной гормонтерапии значительный удельный вес принадлежит гормонам ЩЖ и кортикостероидам [11].
Проведенные нами исследования, показали, что у животных с органическими повреждениями СМ, типа ЛЛГМС СМ, получавшим каждодневные инъекции малых доз гормона ЩЖ – Т4 в место повреждения СМ, наблюдается наиболее стойкая картина восстановления внеклеточной ФА ПН. У крыс со спинальными повреждениями вышеуказанного типа не получавших инъекций Т4, картина восстановления данных электрофизиологических показателей выражена значительно хуже, либо, в некоторых случаях, полностью отсутствует. На основании проведенных исследований можно сделать вывод о целесообразности применения гормона ЩЖ Т4 при органическом повреждении СМ, типа ЛЛГМС.

Литература
1. Cook R. A., Kiernan J. A. Effects of triiodthyronine on protein synthesis in regenerating peripheral neurons. 1976, J. Exp. Neurol., № 52, pp. 515 – 524.
2. Tator C. H., Van der Jagt R. A. C. The effect of exogenous thyroid hormones on functional recovery of the rat after acute spinal cord compression injury. 1980, J. Neurosurgical, № 53, pp. 381 – 384.
3. Tator C. H., Rivlin A. S., Lewis A. J., Schmoll B. The effect of triiodo – L – thyronine on axonal regeneration in the rat spinal cord after acute spinal cord injury. 1983, J. Neurosurgical, № 58, pp. 406 – 409.
4. Матинян Л. А., Аллавердян А. Г. Роль тиреоидных гормонов в состоянии пластичности у грызунов при повреждении спинного мозга. 1978, В сб.: 7 – ое научное совещание по эволюционной физиологии, посвящённое памяти академика Л. А. Орбели, с. 154 – 155.
5. Хачатрян Т. С., Матинян Л. А., Андреасян А. С., Киприян Т. К. Роль тироксина в изменении электрической активности интернейронов и мотонейронов повреждённого спинного мозга крыс. Ж. Вопросы теоретической и клинической медицины, 2002, № 1, с . 40 – 45.
6. Хачатрян Т. С. Действие лидазы и тироксина на фоновую электрическую активность одиночных пирамидных нейронов коры больших полушарий крыс. Ж. Биолог. Ж. Армении, 2007, № 3 – 4, т. LIX, c. 198 – 202.
7. Хачатрян Т. С. Протекция тироксином изменений вызванной активности повреждённых травмой одиночных мотонейронов спинного мозга крыс. Ж. Биолог. журн. Армении, 2008, № 3,т. LX, с. 64 – 67.
8. Киприян Т. К., Матинян Л. А., Хачатрян Т. С., Чавушян В. А. Электрическая активность нейронов спинного мозга крыс при действии тироксина, гипертиреозе и гипотиреозе. Ж. Вопросы теоретической и клинической медицины, 1999, т. 2, № 7 (14), с. 50 – 54.
9. Хачатрян Т. С., Нагапетян Х. О., Матинян Л. А. Фитотерапия в сочетании с тироксином при органических повреждениях спинного мозга. Ж. Биолог. журн. Армении, 2008, № 4,т. LX, с. 51 – 55.
10. Eyars G., Horn S. Hormones and subcellular structures. 1956, USA, SCIENCE, v.25,pp. 15 – 23.
11. Войткевич А. А. Восстановительные процессы и гормоны. Изд. «Медицина», Л., 1965, с. 3 – 9.

Рисунок 1. Пример программного анализа внеклеточной фоновой электрической активности одиночных пирамидных нейронов I – IV cлоёв коры больших полушарий головного мозга у крыс в норме. Представлена частота импульсов в реальном времени и средняя величина межимпульсных интервалов.

Рисунок 2. Пример программного анализа внеклеточной фоновой электрической активности одиночных пирамидных нейронов I – IV cлоёв коры больших полушарий головного мозга у крыс с левосторонней латеральной гемисекцией спинного мозга. Представлена частота импульсов в реальном времени и средняя величина межимпульсных интервалов.

Рисунок 3. Пример программного анализа внеклеточной фоновой электрической активности одиночных пирамидных нейронов I – IV cлоёв коры больших полушарий головного мозга у крыс получавших систематические инъекции гормона щитовидной железы – тироксина. Представлена частота импульсов в реальном времени и средняя величина межимпульсных интервалов.

Рисунок 4. Пример программного анализа внеклеточной фоновой электрической активности одиночных пирамидных нейронов I – IV cлоёв коры больших полушарий головного мозга у крыс с левосторонней латеральной гемисекцией спинного мозга, получавших систематические инъекции гормона щитовидной железы – тироксина. Представлена частота импульсов в реальном времени и средняя величина межимпульсных интервалов.

Khachatryan T. S.

The Institute of the Applied Problems of Physics, Yerevan, Armenia

ABSTRACT

The aim of this study was to investigate the features of thyroid stimulating hormone and thyroid hormones concentrations in the blood serum of the rats with subclinical hypothyroidism before and after injection of the choline ester of N-benzoil-O-methyl-α,β-dehydrothyrosine. Studies have shown that two-month rats with hypothyroidism a sharp increase solution of thyroid stimulating hormone level and a sharp drop in the level of thyroid hormones in the blood serum. The action of choline ester of N-bezzoil-O-methyl-α,β-dehydrothyrosine in the blood serum of rats is a decrease in the concentration of thyroid stimulating hormone and thyroid hormones levels rise and reached their values in intact animals.

Введение

В настоящее время одной из наиболее распространённых патологий ЩЖ млекопитающих являются её дисфункция – гипотиреоз (ГПТ) – клинический синдром, вызванный длительным, стойким недостатком тиреоидных гормонов (ТГ) в организме, сопровождающийся снижением их биологического эффекта на тканевом уровне. Имеются тяжёлые осложнения, такие как кретинизм, сердечная недостаточность, выпот в серозные полости, вторичная аденома гипофиза. Наиболее часто ГПТ развивается в исходе аутоиммунного тиреоидита, реже – после резекции щитовидной железы (ЩЖ) и терапии радиоактивным 131I. Большую редкость представляет ГПТ, развившийся в исходе подострого, фиброзирующего и специфических тиреоидитов, а также стойкий ГПТ в результате лечения диффузного токсического зоба тиреостатиками. Можно выделить врождённые и приобретенные формы ГПТ. Причиной врождённого ГПТ, встречающегося с частотой 1 случай на 4-5 тысяч новорожденных являются: аплазия и дисплазия ЩЖ, эндемический зоб, врождённый дефицит ТТГ, синдром периферической резистентности к ТГ – казуистика [1].
Тиреотропный гормон гипофиза (ТТГ) – гликопротеидный гормон, стимулирующий образование и секрецию гормонов ЩЖ (трийодтиронина (Т3) и тироксина (Т4)). Вырабатывается передней долей гипофиза, по химическому строению является гликопротеидным гормоном. Анализ крови на ТТГ – необходимый этап в диагностике заболеваний ЩЖ, показывающий отклонение от нормы: ТТГ – пониженный или повышенный ТТГ. Если результат гормонального анализа – пониженный, это дает врачу повод заподозрить ГПТ, тяжелые психические заболевания, недостаточность функции надпочечников, различные опухоли (опухоль гипофиза и др.). Повышенный ТТГ может возникать как следствие физической нагрузки и приема некоторых медицинских препаратов (противосудорожных средств, рентгеноконтрастных средств и др.). Низкий ТТГ может быть признаком гипертиреоза, травмы гипофиза, снижения функции гипофиза. Анализ помогает выявить скрытый ГПТ, зоб, миопатию, депрессию, алопецию, бесплодие, импотенцию и снижение либидо, гиперпролактинемию [2].
Гормоны ЩЖ – ТГ: Т3 и Т4 играют важную роль в деятельности ряда жизненно важных функций организма, в частности, в регуляции обмена веществ путём стабилизации внутренней среды живого организма. Немаловажная роль принадлежит гормонам ЩЖ влияющим непосредственно на деятельность нервной клетки, как, например, на её транспортные системы, на молекулярные механизмы клеточной деятельности, а также на центральную нервную систему (ЦНС) в целом в период её развития. Характерной особенностью ТГ является присутствие в их молекуле в качестве обязательного компонента йода, регулярно поступающего в организм с пищей и водой в виде йодидов, которые в дальнейщем подвергаются окислению до йода. Последний включается в молекулу белка, образуя монойодтирозины и дийодтирозины. Конденсация двух молекул дийодтирозина с потерей одного остатка – аланина приводит к образованию ТГ: Т4, а при соединении молекулы дийодтирозина с молекулой монойодтирозина образуется ТГ: Т3. При нормальном функционировании ЩЖ располагает большим запасом органического йода в результате чего её функция может длительно осуществляться нормально, даже при недостатке поступления йода из внешней среды. Однако в случае длительного дефицита йода в организме нарушается нормальное функционирование ЩЖ, приводящее к блокаде синтеза ТГ, что является причиной развития ГПТ-статуса со всеми последующими негативными последствиями (нарушение окислительных процессов и минерального обмена, и, прежде всего, обмена хлоридов; снижение синтеза белков и процессов обмена углеводов и жиров и др.). Известно также, что многие явления, возникающие как следствие недостатка гормонов ЩЖ, могут быть устранены введением йодидов и ТГ [3].
Исходя из рассмотрения системы нейроэндокринной регуляции клетки, известно, что данную систему помимо ТГ и стероидных гормонов, составляют также нейромедиаторы (НМ), одним из которых является ацетилхолин (АХ), являющийся одним из эфиров холина [4, 5]. Исследования [6] свидетельствуют о том, что в коррегировании соматических и нейрогенных нарушений невторостепенна роль эфиров и амидов холина, заслуживающих существенного внимания с точки зрения особенностей их синтеза и биологической активности. Вместе с тем продолжают отсутствовать сведения относительно действия эфиров и амидов холина на изменение показателей ТТГ, общего Т3 и Т4 в крови у млекопитающих при патологиях ЩЖ типа субклинического ГПТ.
Учитывая вышесказанное, нами, в данных сериях научных исследований проведено изучение действия холинового эфира N-бензоил-О-метил-α,β-дегидротирозина (ХЭБМД), относящегося к эфирам холина, на изменение показателей ТТГ, общего Т3 и Т4 в крови у двухмесячных крыс при экспериментальном ГПТ.

Материал и методы

Исследования проведены на 50 двухмесячных крысах-самцах (линии Вистар, массой 80 – 90 г.), так как они удобны для массовых экспериментов и у них по сравнению с собаками, кошками, кроликами отмечается большая интенсивность физиологических показателей, протекающих в значительно более короткие промежутки времени, что является весьма приемлемым для ближайших и в особенности отдалённых наблюдений, связанных с изучением состояния восстановительных процессов. ГПТ вызывался путём проведения тиреоидэктомии. Тиреоидэктомия осуществлялась по следующему алгоритму. Для проведения операции крысы под эфирным наркозом фиксировались в положении на спине. Доступ к ЩЖ осуществлялся через разрез кожи в области шеи длиной около 3,5 – 4 см. Затем обнажалась ЩЖ, производили отпрепаровку 2/3 её части с сохранением паращитовидных желёз и с помощью острых ножниц доли отсекались, после чего под каждую из них подводились лигатуры. Раны послойно зашивались. Животные хорошо переносили операцию и спустя 0,5 – 1 час после операции подходили к корму и воде. Тиреоидэктомия в данных сериях экспериментальных исследований была проведена у 40 крыс. Животные были разделены на 3 подопытные группы: 1) интактные животные – 10 экземпляров; 2) животные с ГПТ, не получавших каждодневных инъекций ХЭБМД– 10 экземпляров; 3) животные с ГПТ, получавшие ХЭБМД в дозе 200 мкг/кг массы тела в течение 14 дней – 30 экземпляров.
После тиреоидэктомии и окончания дачи ХЭБМД у всех 50 крыс была проведена декапитация и сбор крови. В сыворотке с помощью иммуноферментного метода определялась концентрация ТТГ, общего Т3 и Т4.
Полученные данные подвергались статистической обработке в системе Statistica for Windows, с применением распределения Пуассона и критерия Пирсона.

Результаты и обсуждение

Рис. 1. Особенности изменения концентрации тиреотропного гормона гипофиза и тиреоидных гормонов в крови у двухмесячных крыс в норме (А), при гипотиреозе (Б) и после действия ХЭ9 (В). Концентрация тиреотропного гормона гипофиза выражена в мМЕ/мл; трийодтиронина в нг/мл; тироксина в мкг/мл. (P < 0,05 к животным с ГПТ)

На рисунке 1 представлены диаграммы изменения концентрации ТТГ и ТГ в крови у двухмесячных крыс в норме (А), при ГПТ (Б) и при ГПТ после действия ХЭБМД (В). Как видно на рисунке 1, Б – тиреоидэктомия приводила к существенному повышению содержания ТТГ (на 350 %) в сыворотке крови у крыс данной подопытной группы; содержание общего Т3 понижалось на 296, 2 % по сравнению с интактными животными (рис. 1, А); содержание же общего Т4 понижалось на 47, 6 %, соответственно. После введения ХЭБМД в дозе 200 мкг/кг массы тела в течение 14 дней у крыс с ГПТ были отмечены следующие показатели: содержание ТТГ в крови составило 75 % по сравнению с нормой принятой за 100 % (рис. 1, А); содержание общего Т3 составило 100 %; содержание общего Т4 составило 76, 1 %, соответственно (рис. 1, В).
Анализируя полученные данные можно сделать вывод о том, что данная доза ХЭБМД способствует нормализации показателей ТТГ. В отношении ТГ при экспериментальном ГПТ в исследуемой возрастной группе животных эффект данного химического соединения явно проявляется в отношении как Т3 (восстановление показателей до нормы – 100 %), в отношении Т4 – восстановление показателей до практически до нормы – 76, 1 %.
Полученные результаты могут быть учтены в клинической практике, при прогнозировании течения и исхода функционального восстановления у лиц с патологией ЩЖ, такой, как ГПТ. Представленный анализ недавних изучений нейропротекторных агентов, антиоксидантов, стволовых клеток, вакцин, различных хирургических техник позволяют заключить, что нужны новые эффективные средства для лечения экспериментальной патологии ЩЖ крыс типа ГПТ [7]. Несмотря на интенсивные исследования, следует отметить фактическую безуспешность современных достижений при попытках терапии специфического заболевания ЩЖ типа ГПТ, как правило, приводящего к тяжелой инвалидизации. С учётом мультифакторной и мультифазной модели развития патологий ЩЖ, таких как ГПТ, эффективным может стать нейропротекторная стратегия терапии синтетическими производными холина, типа ХЭБМД [8 – 10].

Литература

1. Jorde R. “Subclinical” thyroid disease. J. Tidsskr. Nor. Lageforen., 2002, № 122, v. 9, pp. 938 – 940.
2. Moller N., Mann K. Hypothyroidism treatment: when and what dosage. J. MMW Fortschr. Med., 2009, № 151, v. 14, pp. 34 – 37.
3. Матинян Л. А., Бабаханян М. А., Киприян Т. К., Хачатрян Т. С., Марченко З. И. Сравнительное изучение частоты сердечного ритма у гипотиреоидных крыс в норме и при действии йодированного мёда и тироксина. Ж. Вестник МАНЭБ, 2006, т. 11, № 8, с. 221 – 223.
4. Cabadak H., Cuadra A. E., El-Fakahany E. E., Kan B. M(2), M(3), and M(4) muscarinic receptors are expressed in the guinea pig gallbladder. J. Recept. Signal. Transduct. Res., 2009, № 29, v. 1, pp. 63 – 66.
5. Kilbourn M. R., Hockley B., Lee L., Sherman P., Quesada C., Frey K. A., Koeppe R. A. Positron emission tomography imaging of (2R,3R)-5-[(18)F] fluoroethoxybenzovesamicol in rat and monkey brain: a radioligand for the vesicular acetylcholine transporter. J. Nucl. Med. Biol., 2009, № 36, v. 5, pp. 489 – 493.
6. Киприян Т. К., Топузян В. О., Карапетян И. Р., Хачатрян Т. С. Анализ влияния сочетан-ного комплекса тироксина и йодметилата 2 – (диметиламно) этилового эфира – N – (п – метоксибензоил) – DL – фенилаланина на электрическую активность повреждённых травмой одиночных мотонейронов спинного мозга крыс. В сб. Международная научная конференция «Актуальные проблемы интегративной деятельности и пластичности нервной системы» посвящ. 80 – летию со дня рождения академика НАН РА и чл. – корр. РАН В. В. Фанарджяна, 2009, Ереван, Изд. «Гитутюн» НАН РА, с. 154 – 158.
7. Ma Q, Kuang A. Advance of researches on thyroid tissues autotransplantation and embryonic stem cell transplantation in therapy of hypothyroidism. J. Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi., 2008, № 25, v.5, pp. 1212 – 1230.
8. Ogbera A. O., Ekpebegh C., Eregie A., Kuku S. F. The role of radioactive iodine usage in the management of thyroid disorders with emphasis on sub-Saharan Africa. West Afr. J. Med., 2008, № 27, v. 4, pp. 211 – 217.
9. Lania A., Giavoli C., Ferrante E., Beck-Peccoz P. Central hypothyroidism and growth hormone treatment: clinical care. J. Endocrinol. Invest., 2008, 9 Suppl, pp. 66 – 70.
10. Scarpa V, Kousta E, Tertipi A, Vakaki M, Fotinou A, Petrou V, Hadjiathanasiou C, Papathanasiou A. Treatment with thyroxine reduces thyroid volume in euthyroid children and adolescents with chronic autoimmune thyroiditis. J. Horm Res Paediatr., 2010, № 73, v. 1, pp. 61 – 67.